Especialidad de Investigación Biomédica

  • Modo presencial.
  • Perfil: Biología, Medicina, Odontología, Química, Farmacia y otras titulaciones del ámbito de las Ciencias de la Salud
  • Créditos ECTS: 45

Asignaturas

45 ECTS, materias obligatorias

Técnicas Histológicas. Código: 653862224.

Profesorado: Carmen Arufe Gonda. Isaac Manuel Fuentes Boquete. Silvia María Díaz Prado.

TEMAS SUBTEMAS
Tema 1.- Laboratorio de criobiología. Requerimientos y equipos. Toma, transporte y preservación de muestras biológicas. Principios de la criopreservación de células y tejidos.
Tema 2.- Fundamentos del proceso de fijación tisular. Propiedades de los líquidos fijadores. Descalcificación tisular. Líquidos descalcificadores. Métodos de inclusión. Microtomos y técnicas de corte de los tejidos. Criotomía.
Tema 3. Tinciones histológicas. Tinciones histológicas básicas. Hematoxilina-eosina. Tinciones para fibras colágenas y elásticas del tejido conjuntivo. Tricrómico de Masson, picro-fucsina de Van Gieson, sirius red F3BA. Tinciones de hidratos de carbono. Técnica de PAS (Periodic Acid Schiff), azul alcián, azul de toluidina. Tinciones de depósitos de calcio. Von Kossa, bermello alizarina S. Tinciones de lípidos. Sudán III. Otras tinciones.
Tema 4. Tinciones inmunohistoquímicas. Concepto de antígeno y anticuerpo. Técnicas de tinciones inmunohistoquímica (enzimáticas e inmunofluorescentes). Factores que condicionan el resultado de las tinciones inmunohistoquímicas.
Tema 5.- Microscopía. Fundamentos del microscopio óptico. Observación de preparaciones inmunofluorescentes.
Prácticas
  1. Criopreservación del tejido óseo.
  2. Criopreservación de válvulas cardíacas.
  3. Procesado de deshidratación, aclarado e inclusión en parafina.
  4. Obtención de secciones microscópicas en microtomo de parafina.
  5. Congelación en nitrógeno líquido.
  6. Obtención de secciones microscópicas en criostato.
  7. Tinción hematoxilina-eosina.
  8. Tricrómico de Masson.
  9. Preparación de soluciones tampón.
  10. Tinción histoenzimática (músculo esquelético): succinato-deshidrogenasa.
  11. Tinción inmunohistoquímica.
  12. Observación microscópica de las preparaciones realizadas.

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Técnicas de Cultivo Celular. Código: 653862225

Profesorado: Carmen Arufe Gonda. Isaac Manuel Fuentes Boquete.

TEMAS SUBTEMAS
Clases teóricas
  • Laboratorio de cultivo celular: requerimientos y equipos.
  • Cultivo celular: características generales (medios de cultivo, condiciones del cultivo, mantenimiento del cultivo, fuentes de contaminación, recuento celular, tipos de cultivo, células madre).
  • Cultivo de líneas celulares establecidas (jurkat…).
  • Cultivo de líneas primarias (condrocitos, sinoviocitos, células madre…).
  • Obtención de células madre procedentes de diversos orígenes humanos
  • Diferenciación in vitro de células madre mesenquimales: condrogénesis, osteogénesis y adipogénesis.
Clases prácticas
  • Aislamiento y cultivo de condrocitos.
  • Aislamiento de sinoviocitos.
  • Cultivo de líneas celulares.
  • Aislamiento y cultivo de células madre.
  • Diferenciación celular.

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Técnicas de Manipulaciones y Análisis de Proteínas. Código 653862226

Profesorado: Silvia María Díaz Prado. Susana Sangiao Alvarellos

TEMAS
Tema 1.- Introducción a las técnicas de manipulación y purificación de proteínas.
Tema 2.- Introducción a la proteómica. Tipos de estudios proteómicos.
Tema 3.- Métodos de preparación de muestras y separación de proteínas.
Tema 4.- Aislamiento y detección de proteínas. Western-blot. ELISA.
Tema 5.- Electroforese bidimensional.
Tema 6.- Cromatografía líquida aplicada a la proteómica.
Tema 7.- Espectrometría de masas aplicada a la proteómica.
Tema 8.- Herramientas bioinformáticas aplicadas a la proteómica.
Tema 9.- Aplicaciones de la proteómica en clínica.
Prácticas

  1. 1. Preparación de extractos proteicos a partir de muestras biológicas.
  2. Cuantificación de proteínas en los extractos.
  3. Separación de proteínas mediante SDS-PAGE.
  4. Tinguidura de proteínas en geles de poliacrilamida. Digitalización de imágenes.
  5. Digestión de proteínas.
  6. Análisis mediante espectrometría de masas.
  7. Empleo de herramientas bioinformáticas y búsqueda en bases de datos.

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Técnicas de Manipulación y Análisis de Ácidos Nucleicos. Código: 653862227

Profesorado: Silvia María Díaz Prado. Isaac Manuel Fuentes Boquete.

TEMAS SUBTEMAS
Tema 1. Los ácidos nucleicos.
  • Estructura de los ácidos nucleicos.
  • Función de los ácidos nucleicos.
  • Aislamiento de los ácidos nucleicos.
  • Cuantificación de los ácidos nucleicos.
Tema 2. A Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR).
  • Variantes del método da PCR.
  • PCR cuantitativa o en tiempo real (qPCR): cuantificación absoluta y relativa.
  • Aplicaciones de la PCR en la investigación médica.
Tema 3. La variabilidad genética.
  • Técnicas de análisis de la variabilidad genética: PCR y secuenciación del ADN.
  • Variabilidad genética do ADN mitocondrial.
Tema 4. Herramientas bioinformáticas para el análisis de secuencias de ácidos nucleicos.
  • Para el análisis de secuencias codificantes y no codificantes.
  • Para la búsqueda de polimorfismos y variabilidad en estudios poblacionales.
  • Para el análisis de secuencias repetitivas y su implicación en diversas patologías.
Tema 5. Técnicas de inmunoprecipitación da cromatina (ChIP).
  • Para la detección de proteínas unidas a secuencias de ADN (ADN-ChIP)
  • Para la detección de proteínas unidas a secuencias de ARN (ARN-ChIP).
Tema 6. Introducción a la citogenética molecular.
  • Hibridación in-situ fluorescente (FISH).
  • Aplicaciones de la citogenética en la investigación: DNA Breakage Detection-FISH (DBD-FISH) e COFISH.
Tema 7. Metodología de la mutagénese aleatoria y dirigida en el ADN.
  • Aplicaciones prácticas de la mutagénese aleatoria en el laboratorio de investigación.
Tema 8. Ingeniería genética.
  • La tecnología del ADN recombinante.
  • Métodos de entrega del ADN: transfixión e transducción.
  • Investigación en animales transgénicos. 8.4. Generación de animales “knockout”.
Práctica 1.- Aislamiento del ARN a partir de un cultivo celular. Cuantificación y análisis del ARN aislado mediante bioanalizador
Práctica 2.- Desarrollo de una RT-PCR Preparación de reacciones y programación del termociclador. Análisis del ADNc obtenido tras RT-PCR.
Práctica 3.- Desarrollo de una PCR en tiempo real. Preparación de las reacciones y programación del termociclador. Interpretación de los resultados obtenidos.
Práctica 4.- Secuenciación de ADN. Visualización y funcionamiento de un secuenciador automático de ADN.
Práctica 5.- Software de análisis. Empleo de diferentes softwares para el análisis de secuencias de ácidos nucleicos.
Práctica 6.- Co-immunoprecipitacion. Co-immunoprecipitacion e identificación de los complejos proteicos que interaccionan con una determinada proteína.
Práctica 7.- Estudio citogenético. Preparación de muestras para el estudio citogenético (cariotipo e FISH). Clasificación de cromosomas en el cariotipo e identificación de anomalías cromosómicas mediante FISH.
Práctica 8.- Mutagénese. Mutagénesis dirigida de dominios o residuos aminoacídicos en genes de interés clínico. Estudios fenotípicos da selección de mutantes.
Práctica 9.- Transfixión. Transfixión de plásmidos en células eucariotas o procariotas y estudio de las células transfretadas.
Práctica 10.- Observación de resultados. Observación a microscopio de líneas de empaquetamiento

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Aplicación de las Técnicas de Investigación en Ciencias de la Salud. Código: 653862228

Profesorado: Francisco Javier de Toro Santos. Fernando Cordido Carballido

TEMAS
Contextos clínicos (hematología, reumatología, oncología, endocrinología, et.) de aplicación de las técnicas de investigación biomédica básica.

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Estancia en un Grupo de Investigación. Código: 653862229

Profesorado: Isaac Manuel Fuentes Boquete. Silvia María Díaz Prado. Carmen Arufe Gonda.

TEMAS
El alumnado debe escoger o será asignado a un grupo de investigación, el  que adquirirá conocimientos teóricos y prácticos de los fundamentos básicos de las técnicas de investigación biomédica propias del grupo.
El Trabajo Fin de Master desenvuelto por el alumno corresponderá a la línea de investigación del grupo en el que realiza la estancia.

Líneas de investigación ofertadas:

  • Genómica: herramienta para descubrir los mecanismos de enfermedades complejas.
  • Mecanismos moleculares implicados en la destrucción y reparación del cartílago articular. Artrosis. Búsqueda de una diana terapéutica.
  • Proteínica: patogénesis y terapia de la artrosis. Biomarcadores en fluidos biológicos.
  • Bases genéticas de las miocardiopatías.
  • Terapia celular y medicina regenerativa.
  • Daño Originado en el ADN por Agentes Mutantes.
  • Factores Pronóstico en Oncología.
  • Inmunología del Alotrasplante y del Xenotrasplante.
  • Daño y reparación tisular en enfermedades asociadas al envejecimiento. Efectos de una dieta antioxidante.
  • Mecanismos Moleculares de la Resistencia a los Antibióticos.
  • Remodelamiento de Vías Aéreas.
  • Control neuroendocrino de la obesidad.

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Seminarios Científicos. Código: 653862230

Profesorado: Isaac Manuel Fuentes Boquete.

TEMAS
Conferencias sobre diversas temáticas da investigación biomédica.

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Trabajo Fin de Máster: Fundamentos de la Investigación Biomédica. Código: 653862231

Profesorado: Todo el del Máster

Descripción
  • Realización y presentación para la defensa pública ante el tribunal de un trabajo o proyecto de investigación tutorizado en el ámbito de la investigación biomédica básica y básico-aplicada, relacionado con la línea de investigación del grupo en el que se realizó la estancia formativa .
  • Las normas de realización, presentación, defensa y cualificación del Trabajo Fin de Máster están recogidas en el REGLAMENTO Del TRABAJO DE FIN DE GRAO/MÁSTER de la Facultad de Ciencias da la Salud.

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